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Jun 11, 2023

Evaluación de laboratorio de anti

Scientific Reports volumen 13, Número de artículo: 10977 (2023) Citar este artículo 338 Accesos 1 Altmetric Detalles de métricas Evaluamos el efecto anticariogénico de un compuesto simbiótico experimental

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 10977 (2023) Citar este artículo

338 Accesos

1 altmétrica

Detalles de métricas

Evaluamos el efecto anticariogénico de un compuesto simbiótico experimental que contiene un caramelo de gelatina a base de probiótico Lacticaseibacillus rhamnosus (NRRL B-442) suplementado con extracto de semilla de uva prebiótico natural (GSE) en una fórmula de nanoemulsión sobre la colonización y establecimiento de Streptococcus mutans (ATCC). 25175) y biopelículas de Actinomyces viscosus (ATTCC 19246) mediante el recuento de unidades formadoras de colonias, microscopía electrónica de barrido (SEM) y microscopía electrónica de transmisión (TEM). Luego estábamos analizando el efecto remineralizante del caramelo de gelatina simbiótico en las lesiones de la superficie del esmalte humano utilizando probadores de microdureza Vickers, microscopía de fuerza atómica (AFM), SEM, espectroscopia de rayos X de dispersión de energía (EDAX) y microscopía de barrido láser confocal (CLSM) en tres etapas (sonido, después de la desmineralización y después del ciclo del pH). Encontramos después de 21 días de tratamiento de los discos de esmalte sometidos a ciclos de pH con caramelos de gelatina durante 10 minutos dos veces al día, una disminución del 68 % en la formación de colonias de S. mutans, lo que redujo el desarrollo de biopelículas y atrapó a S. mutans visualizado en caramelos de gelatina bajo examen SEM. y alterar significativamente la estructura morfológica de estas bacterias bajo análisis TEM. Para las mediciones de remineralización, diferencias estadísticamente significativas en la pérdida de mineral integrada de microdureza y la profundidad de la lesión a través de CLSM entre las etapas de desmineralización y tratamiento. Estos hallazgos proporcionan un compuesto simbiótico anticariogénico eficaz de extracto de semilla de uva y caramelo de gelatina probiótico con potencial actividad remineralizante.

La caries dental es una infección endógena que resulta de la disbiosis del microbioma con la participación de especies acidógenas y acidúricas, que incluyen estreptococos no mutans de bajo pH, estreptococos mutans (MS) y numerosas especies de Actinomyces que obtienen una ventaja ecológica selectiva sobre otras especies1. Los paradigmas modernos de la etiología de la caries dental se concentran en la principal presión ecológica y el microbioma de la placa dental que puede modularla para causar enfermedades. También se está reconociendo el papel esencial que desempeña la simbiosis del microbioma de la placa dental en la prevención de la caries y la mejora de la salud bucal. Sobre la base de esos principios, se propusieron numerosas estrategias preventivas ecológicas que probablemente podrían ampliar el arsenal de medidas preventivas de caries actualmente disponibles2. La clorhexidina parece ser el agente antiplaca de referencia debido a sus efectos sustanciales y su excesiva actividad antimicrobiana3. Lamentablemente, la exposición prolongada a agentes terapéuticos podría predisponer a efectos secundarios, principalmente el desequilibrio del entorno bucal provocado por sus propiedades bactericidas. Es por ello que se buscan agentes antiplaca con muy poca actividad bactericida directa4.

Se han propuesto varias estrategias para reequilibrar la disbiosis del microbioma de la placa cariogénica a partir de probióticos utilizando diferentes especies de Lactobacilli, entre ellas L. rhamnosus GG, L. casei, L. reuteri y Bifidobacterium spp., que median la actividad de las bacterias odontopatógenas y dificultan el crecimiento. de patógenos mediante la producción de varios agentes antimicrobianos5,6. Un estudio moderno confirmó que la exposición a corto plazo al fluoruro a través de medidas de higiene bucal no podía mantener la actividad de producción de antiácido, ya que las biopelículas recuperaban acidogenicidad con el tiempo sin tener en cuenta la concentración de fluoruro7; la terapia con fluoruro por sí sola no es adecuada para los desafíos elevados de caries8,9. En este sentido, pensar en un método biomimético que utilice agentes naturales selectivos con alta retención intraoral y remineralizante sin efectos secundarios significativos puede ser un enfoque novedoso. Los estudios han demostrado que el extracto de semilla de uva (GSE) podría mejorar la remineralización de las lesiones de caries y parece ser distinto de la acción del fluoruro10,11. Además, el ácido gálico, un componente primario del GSE, permite la deposición de minerales9. Afortunadamente, el extracto de proantocianina de semilla de uva se considera un agente prebiótico debido a sus propiedades selectivas para estimular la microbiota probiótica e inhibir el crecimiento y la actividad de bacterias patógenas12. Por lo tanto, los agregados probióticos-GSE pueden denominarse "simbióticos", ya que alude al sinergismo en el que el compuesto prebiótico favorece selectivamente al compuesto probiótico13.

Se ha identificado que la gelatina es un gran vehículo para transportar este último compuesto simbiótico a la boca porque se supone que de esta manera el probiótico, el extracto de semilla de uva, podría quedar expuesto durante un tiempo prolongado a la superficie del diente y dentro de la cavidad bucal. para efectos beneficiosos. Además, el impacto de la masticación en sí aumentará la estimulación salival y mejorará el sistema amortiguador de bicarbonato de la saliva13. Con base en estas consideraciones, el objetivo de nuestro estudio es, en primer lugar, analizar en laboratorio los efectos antibiofilm de los caramelos probióticos de gelatina de semillas de uva sobre la viabilidad de la colonización de Streptococcus mutans y Actinomyces viscosus en las superficies del esmalte de los dientes, luego visualizar los aspectos morfológicos utilizando escaneo y transmisión de electrones. microscopía. En segundo lugar, se trata de analizar cuantitativamente la microdureza, la espectroscopia de rayos X de dispersión de energía (EDAX), así como la fluorescencia promedio en las zonas desmineralizada y remineralizada de las lesiones cariosas de laboratorio sometidas a este caramelo de gelatina bajo un escaneo láser confocal. microscopio.

Aquí, planteamos la hipótesis de que un caramelo de gelatina simbiótico experimental podría modificar las biopelículas y disminuir el desafío bacteriano cariogénico, para favorecer el crecimiento y el dominio de bacterias saludables en el microbioma de la placa dental.

Las semillas de uva roja de Vitis vinifera (uva Syrah) se recibieron en forma de sobres de producción de la fábrica del fabricante Ganklees (gobernación de Alejandría, Egipto). La extracción de semillas de uva tinta se ha preparado en el Departamento de Materiales de Envasado del Instituto de Investigación Industrial Química (Centro Nacional de Investigación, Egipto). El método de extracción utilizado en este estudio fue similar al método explicado por El-Sayed et al.14. Se extrajeron 200 g de polvo de semilla de uva usando una balanza (Pyrometro, Malasia) con 800 ml de solvente etanólico en un matraz (etanol: agua, 70:30 (v/v) bajo agitación constante en un agitador rotatorio (Certomat Modelo S II, Sartorius, Goettingen, Alemania) a 200 rpm, 45 °C, durante 2 h, posteriormente se centrifugó (Eppendorf Modelo 5810 R, Hamburgo, Alemania) a 5000 rpm durante 10 min y posteriormente se decantó, seguidamente se volvió a decantar el residuo. -se extrajo durante 2 h y los sobrenadantes se evaporaron usando un instrumento de evaporación rotatoria (Buchi Rotavapor R-215, Flawil, Suiza) a una presión establecida de 175 mBar, una temperatura de 52 °C y una velocidad de 95 rpm para eliminar el disolvente. El extracto etanólico de polvo de semilla de uva se recogió y almacenó en un recipiente de vidrio en condiciones de congelación 14. La cepa probiótica seleccionada Lacticaseibacillus rhamnosus (NRRL B-442) fue proporcionada por el Laboratorio de Microbiología Láctea (Instituto de Investigación de Industrias Alimentarias y Nutrición, Centro Nacional de Investigación). , Egipto), creció en caldo MRS y se incubó durante 48 h a 37 °C en condiciones anaeróbicas. Las células bacterianas se obtuvieron después de centrifugación a 5000 rpm durante 15 minutos usando una centrífuga de enfriamiento a 4 °C14. Las células obtenidas se lavaron con solución salina (NaCl al 0,9%) y se centrifugaron en las mismas condiciones. Nanoemulsión GSE de concentración del 3% con células probióticas obtenidas en un recuento de alrededor de 107 UFC/ml incorporadas en una fórmula base de caramelo de gelatina preparada (bajo registro de patente n.° 2021/976; Ministerio de Investigación Científica, Academia de Investigación Científica y Tecnología, Egipto) . Nanoemulsión GSE de concentración del 3% con células probióticas obtenidas en un recuento de alrededor de 107 UFC/ml incorporadas en una fórmula base de caramelo de gelatina preparada. En primer lugar, se preparó un caramelo de gelatina con probióticos calentando agua con miel y mezclándolo bien en una cacerola de latón. Después de eso, agregue la solución de gelificación (fundiendo la gelatina en agua tibia a 70 °C) al almíbar previamente preparado y mezcle bien. Se añadió ácido oleico, presente en Tween® 80, cuando la temperatura alcanzó los 90 °C. La temperatura de la mezcla disminuyó a 40 °C antes de agregar la fórmula previamente desarrollada que fue designada por células probióticas de L. rhamnosus con nanoemulsión de GSE al 3%14. El estudio morfológico del caramelo de gelatina probiótico suplementado con extracto de semilla de uva (GSE) en nanoemulsión se evaluó mediante microscopía electrónica de transmisión (TEM) (Fig. 1).

Microscopía electrónica de transmisión (TEM) que muestra parte de un trozo de caramelo de gelatina con bacterias probióticas (círculo negro) en su interior.

Saliva no estimulada acumulada de voluntarias adultas sanas (de 18 a 25 años) que no habían estado bajo terapia con antibióticos durante un mínimo de 6 meses. Los voluntarios habían evitado comer, beber y lavarse los dientes durante al menos una hora y media. Las muestras de saliva se agruparon en tubos estériles y se centrifugaron a 12.000 rpm durante 30 minutos a 4 °C. La pasteurización de los sobrenadantes se realizó a 65 °C durante 30 min, seguida de la centrifugación y dispersión del sobrenadante en tubos de polipropileno estériles de 50 ml y finalmente se almacenó a -20 °C15,16. La eficacia de la pasteurización se estimó incubando 100 µl de muestras de saliva procesadas en placas de agar sangre Columbia, y la ausencia de UFC (es decir, el límite de detección de 10 UFC/ml) se determinó después de 72 h a 37 °C en condiciones aeróbicas o placas incubadas anaeróbicamente.

Se seleccionaron un total de ciento cuarenta discos de dientes humanos para métodos de prueba microbiológicos y de remineralización. Se seleccionaron un total de ciento cuarenta discos de dientes humanos para métodos de prueba microbiológicos y de remineralización. Se obtuvieron discos de esmalte de 5 mm de diámetro y 2 mm de espesor a partir de dientes posteriores humanos extraídos (extraídos por razones terapéuticas y de ortodoncia no asociadas a caries). Se utilizó una broca cilíndrica recubierta de diamante (trépano) perpendicular a la superficie bucal de los dientes actualmente extraídos, y las superficies del esmalte se pulieron en húmedo con papeles de carburo de silicio de grano 600/800/1200/1500/2000, respectivamente17. Se han indicado noventa discos para evaluación microbiológica para contar la viabilidad de las bacterias, detectar la colonización de biopelículas mediante microscopía electrónica de barrido (SEM) y microscopía electrónica de transmisión (TEM). Estos discos fueron protegidos con esmalte de uñas en sus lados y fondo, dejando más efectiva la superficie del esmalte bucal expuesta y fijada con un soporte preparado con alambre de ortodoncia y almacenado en posición vertical durante todos los procedimientos experimentales.

Los microorganismos examinados en este estudio fueron Streptococcus mutans (ATCC 25175) y Actinomyces viscosus (ATCC 19246). Todas las cepas se recibieron de MIRCEN (Centro de Recursos Microbiológicos, El Cairo, Egipto) y se criopreservaron a -80 °C. Antes de cada experimento, se prepararon dos subcultivos en caldo de soja tríptico (Difco, Sparks, MD, EE. UU.) para Actinomyces y Streptococcus. Para Lacticaseibacillus rhamnosus (NRRL B-442), se utilizó medio MRS (Merck, Darmstadt, Alemania), y todos se incubaron a 37 °C durante 24 h4.

El sistema de versión de biopelícula oral bacteriana se ensayó de acuerdo con la versión desarrollada por Guggenheim et al.18 con algunos ajustes como se describió anteriormente19. Para permitir la formación de una película salival, se ubicaron aleatoriamente noventa discos de esmalte previamente preparados en una placa de cultivo celular de poliestireno de 96 pocillos estéril (Nunc A/S, Roskilde, Dinamarca), y se incubaron con saliva pasteurizada (800 µl) durante 4 h. , se agitó suavemente (Eberbach's Microplate Vortex Laboratory Shaker E6120, EE. UU.) y se mantuvo a temperatura ambiente18. A continuación, se aspiró la saliva de cada pocillo y se reemplazó con un medio de crecimiento de biopelícula que contenía una mezcla de 800 µl de saliva pasteurizada, 21 aminoácidos (en total 2,6 g/l), vitaminas, nucleótidos, sales inorgánicas, oligoelementos y glucosa 10 mM. y 200 µl de inóculo bacteriano. Además, el medio anterior que apoyó el crecimiento de las especies Actinomyces y Streptococcus se complementó con 800 µl de medio universal fluido (FUM), contenía 67 mmol/l de tampón de Sorensen, pH 7,2, y se enriqueció con 0,15% de sacarosa y 0,15% de glucosa18. Para la preparación del inóculo bacteriano, se realizó la combinación de 1 ml de precultivos nocturnos (OD550 nm = 1,0 ± 0,02) de cada una de las dos cepas (S. mutans, A. viscosus).

El inóculo contenía de manera reproducible entre 107 y 108 UFC de cada especie por ml (se obtuvieron cultivos mixtos de A. viscosus y S. mutans mezclando volúmenes iguales de cultivos puros). El crecimiento de la biopelícula en condiciones anaeróbicas facultativas se obtuvo mezclando (95% N2 + 5% CO2) con (75% N2 + 5% CO2 + 20% O2) (Cámara anaeróbica (estación de trabajo anaeróbica), ICB-AN3P, Bioevopeak, China) por hasta 10 días a 37 °C20. Noventa discos de esmalte se dividieron aleatoriamente en tres grupos principales (n = 30) según el agente de tratamiento expuesto al grupo de control de biopelícula (G1) sin tratamiento, el grupo de solución salina estéril (G2) y el grupo experimental (G3). Para el grupo experimental, los discos de esmalte se sumergieron durante 10 minutos dos veces al día en 2 ml de solución de 50 µg de caramelo probiótico-GSE Jelly con agua destilada21. Los discos se lavaron por inmersión durante 10 segundos en solución salina estéril y luego se cambiaron en sus pocillos. Entre cada exposición, la placa se incubó anaeróbicamente a 37 °C y el medio de incubación se cambió diariamente en todos los experimentos. Antes del reemplazo del medio, las placas se agitaron suavemente, los discos se lavaron por inmersión durante 10 s en solución salina estéril y se transfirieron a una nueva placa donde se administró el medio nuevo. Después de que se produjo la exposición final al tratamiento el vigésimo primer día, los treinta discos de esmalte de cada grupo se almacenaron en microtubos, cada microtubo que contenía diez muestras se incubó durante 48 h a 37 °C en una atmósfera de 95% N2 + 5. % CO2 hasta su uso para procedimientos de prueba.

Los diez discos de esmalte de cada grupo se lavaron con solución salina fisiológica y se colocaron en una placa de Petri de plástico estéril, y se raspó su superficie con una cureta de raíz dental estéril. Luego, se enjuagó la superficie del disco raspado y la placa de Petri con 1 ml de solución salina fisiológica. Se dividieron alícuotas de la biopelícula recolectada en medios diluidos y colocados en espiral en medios selectivos para cada cepa: agar Mitis Salivarius + telurito (Difco, Sparks, MD, EE. UU.) para S. mutans y agar Trypticase Soy (Difco) para A. viscosus. , todo en 48–72 h de incubación a 37 °C. Las UFC se realizaron para el grupo de cultivo de biopelículas (G1; BG), donde las biopelículas se iniciaron a partir de la saliva y crecieron, el grupo de tratamiento con probiótico-GSE Jelly Candy (G2; TG) y el grupo de control de solución salina estéril (G3; CG). ). Se promediaron las UFC por población para discos triplicados y se sometieron a una transformación logarítmica.

Las diez muestras seleccionadas de cada grupo se examinaron mediante microscopía electrónica de barrido (High-Resolution Quanta FEG 250-SEM, República Checa). Las muestras se fijaron durante 24 h en una solución de glutaraldehído al 2,5%, se enjuagaron con tampón acetato de Na 0,1 M y se deshidrataron con una serie graduada de etanol. Finalmente, se secaron, se sometieron a un secador de punto crítico (Baltec, Leica Microsystems, Milton Keynes, Reino Unido) con CO2 y se recubrieron con oro de 15 nm de espesor utilizando una unidad de recubrimiento Polaron SEM22.

Para TEM, las últimas diez muestras de cada grupo se sumergieron durante 30 minutos en un fijador que contenía glutaraldehído al 2,5% y paraformaldehído al 1,5% en tampón cacodilato 0,1 M (pH 7,4). Después de lavar tres veces con tampón cacodilato 0,1 M y fijar posteriormente con tetróxido de osmio durante 1 h, se realizó la deshidratación en una serie ascendente de etanol con tinción posterior en acetato de uranilo. Posteriormente, todas las muestras de ambos grupos se montaron para el corte transversal de las biopelículas adherentes utilizando un Leica Ultracut E (Leica, Wetzlar, Alemania). En cada sección ultrafina (60 nm de espesor) montada sobre rejillas de Cu filmadas y teñidas posteriormente con citrato de plomo, se estudió la longitud total de la biopelícula con respecto a su ultraestructura en un TEM (EM 900, Zeiss, Oberkochen, Alemania) a 80 kV y aumentos de 3000× a 20.000×23,24.

Cincuenta discos de esmalte que se utilizaron para mediciones de remineralización en tres etapas (sonido, después de la desmineralización y después del ciclo del pH) se cubrieron con esmalte de uñas dejando una ventana de 3 × 3 mm en la superficie bucal. Para el probador de microdureza Vickers, se probaron veinte discos, mientras que los mismos diez discos se usaron para SEM, espectroscopia de rayos X de energía dispersiva (EDEX) (elementos medidos: Ca, P, F, C, Mg, N) y atómico. microscopía de fuerza (AFM). Para el microscopio de barrido láser confocal (CLSM), se utilizaron veinte discos para la profundidad lineal del área remineralizada inducida. En el escenario sonoro, los discos se seleccionaron aleatoriamente y se midieron para determinar los valores iniciales de acuerdo con cada prueba25. Después de medir los discos de esmalte sanos, los discos de esmalte se mantuvieron en aproximadamente 40 ml de solución de desmineralización (ácido láctico 0,1 M, Ca 4,1 mM (CaCl2 × 2H2O), PO4 (KH2PO4) 8,0 mM por disco de esmalte a pH 4,6 durante 96 h en un vaso de precipitados de vidrio estéril a 37 ° C 26. Además, se suministró a la solución de desmineralización un 0,2 % p/v de Carbopol 907 (C907; BF Goodrich, Cleveland, OH, EE. UU.), un polímero sintético de alto peso molecular, como agente protector de superficie para mantener la superficie del esmalte del diente y ayudar a crear lesiones subsuperficiales27.

Se incrustaron un total de 20 discos de esmalte en un bloque de resina acrílica para analizar la dureza de la superficie a través de un probador de microdureza Vickers (Shimadzu HMV-M Micro-hardness Tester; Newage Testing Instruments Inc., Southampton, PA, EE. UU.) bajo una carga de 200 g. y un tiempo de permanencia de 15 s28,29. Los valores medios del número de dureza Vickers (VHN) medido de tres indentaciones se obtuvieron al inicio del estudio, antes del tratamiento del esmalte y después de la desmineralización30. Luego, los discos de esmalte recibieron un tratamiento de remineralización mediante exposición a una solución que contenía 5 g de gelatina a base de nanoemulsión probiótica-GSE disueltos en 2 ml de saliva (previamente preparada durante la evaluación microbiológica) dos veces al día durante 5 minutos en 15 días31. Después de cada exposición, las muestras se lavaron con agua destilada durante 20 segundos y luego se sumergieron en la solución de saliva con un pH de 7,1 a temperatura ambiente hasta la siguiente etapa de la prueba. La solución de saliva se repuso cada 24 h32. Mientras tanto, se examinó la dureza de la superficie de las muestras de dientes de esmalte tratados el día 7 y al final del día 15. Los resultados se expresaron como la media y la desviación estándar de los valores de VHN al inicio, la desmineralización y la remineralización el día 7 y el día 1533. 34.

El análisis morfológico de diez muestras se realizó utilizando un SEM (Quanta 250 Field Emission Gun) conectado a una unidad EDAX (Análisis de rayos X dispersivos de energía) y operando a un voltaje de aceleración de 30 kV. Los discos de esmalte primero se cubrieron con oro en un evaporador al vacío (MED 010; Balzers, Balzers, Liechtenstein), después de lo cual se analizaron microscópicamente para obtener fotomicrografías de la morfología de la superficie de las muestras tratadas con un aumento de 1000 × y 2000 ×. Las imágenes se obtuvieron al inicio del experimento, en la etapa de desmineralización y después de 14 días de tratamiento de remineralización utilizando caramelos de gelatina a base de nanoemulsión probiótica-GSE31. Posteriormente, el área de escaneo mediante SEM de la misma muestra se examinó mediante microscopía de fuerza atómica (AFM) (Easyscan2 Flex) para evaluar la topografía de la superficie. El análisis de puntos EDAX (80 mm2, SDD [detector de deriva de silicio], se realizó para determinar un análisis elemental cualitativo de las mismas muestras (elementos medidos: Ca, P, C, Mg y O). Se seleccionaron aleatoriamente cinco puntos por muestra. (300 μm2 por punto), y se calcularon los valores medios35.

Después de la creación de una lesión artificial de superficie lisa del esmalte (procedimiento de desmineralización) en los discos de esmalte previamente preparados, la mitad inferior de la ventana de 3 × 3 mm de veinte discos de esmalte seleccionados al azar se cubrió con esmalte de uñas para que sirviera como control20,25. El período de tratamiento de estas lesiones del disco del esmalte se realizó utilizando caramelo de gelatina probiótico-GSE disuelto dos veces al día durante 5 minutos como se citó anteriormente25,31. Después del tratamiento de remineralización, se tiñeron veinte discos de esmalte durante 1 h con rodamina B 0,1 mM recién preparada (CI45170) adquirida en Sigma-Aldrich® (Steinheim, Alemania). Las muestras teñidas se lavaron muy bien con solución tampón fosfato hasta que no se filtró colorante de la muestra. Todas las muestras se instalaron en portaobjetos de vidrio esmerilado con 80% de glicerol y se cubrieron los bordes del cubreobjetos25. Las imágenes con CLSM (CLS Leica TCS SL microscopio invertido M, Leica Microsystems, Wetzlar, Alemania) se capturaron desde la superficie bucal. Cada imagen de cada lado del punto medio (registros previos y posteriores al tratamiento) se midió desde la longitud ocluso-cervical del diente con un aumento de 10x, y se utilizó un láser de argón a una longitud de onda de 488 nm para la excitación y un rango de emisión de longitud de onda de 498 a 514 nm45. Las áreas de la superficie bucal se escanearon en micrones (μm2) y las imágenes capturadas (el software incorporado Leica TCS SL, Alemania) se calibraron para la profundidad lineal de fluorescencia para la mitad inferior de la ventana desmineralizada de 3 × 3 mm (control) como así como la mitad superior remineralizada (agente de tratamiento) de cada lesión cariosa36.

Se exploró la normalidad de los datos mediante las pruebas de Kolmogorov-Smirnov y Shapiro-Wilk. Los datos mostraron una distribución paramétrica (normal). Para los datos paramétricos, se utilizó un ANOVA unidireccional seguido de una prueba post hoc de Tukey para comparar entre los grupos en muestras no relacionadas. Se utilizó un ANOVA de medidas repetidas y una prueba t de muestras pareadas para comparar entre las muestras relacionadas. El nivel de significancia se fijó en P ≤ 0,05. Se realizó un análisis estadístico con IBM® SPSS® Statistics Versión 20 para Windows.

Todos los procedimientos realizados de este estudio se llevaron a cabo de acuerdo con las pautas y regulaciones éticas pertinentes de la Declaración de Helsinki. El Comité de Ética en Investigación Médica (MREC), Centro Nacional de Investigación de Egipto (33 El Bohouth St., Dokki, Giza, Egipto) con número de referencia “19336/2022”, aprobó todos los protocolos experimentales. Para la recolección de dientes aislados se obtuvo el consentimiento informado de todos los participantes.

La investigación experimental y los estudios de campo sobre plantas, incluida la recolección de material vegetal, cumplen con las directrices y regulaciones pertinentes.

Análisis de imágenes de microscopía electrónica de transmisión (TEM) en (Fig. 1), que muestra una célula de la bacteria Lacticaseibacillus rhamnosus (NRRL B-442) (círculo negro) cubierta por una superficie lisa y homogénea que forma parte de un trozo de caramelo de gelatina.

En los ensayos de biopelículas (Fig. 2), el grupo de control de biopelículas (G1) contenía (129,50 ± 12,37 log10 UFC/ml) de A. viscosus y (231,25 ± 13,15 log10 UFC/ml) de S. mutans después de 21 días de biopelículas. iniciado a partir de saliva y crecido sin tratamiento (G1), así como (130,25 ± 9,03 log10 UFC/ml) de A. viscosus y (216,75 ± 11,35 log10 UFC/ml) de S. mutans después de la exposición a solución salina estéril (G2) , mientras que no se encontraron diferencias estadísticamente significativas entre el grupo de control (G1) y el grupo de solución salina estéril (G2) en el valor medio de los recuentos bacterianos de A. viscosus y S. mutans, donde (P = 0,957) y (P = 0,318) respectivamente. Después de 21 días de tratamiento con 50 µg/2 ml del grupo experimental de caramelos de gelatina a base de nanoemulsión de probiótico-GSE (G3), los recuentos bacterianos de A. viscosus se redujeron a (73,25 ± 10,90 log10 UFC/ml) (P ≤ 0,001) en comparación con grupo de control (G1). Un grupo experimental también fue el más inhibidor en la formación de colonias de S. mutans, reduciendo el desarrollo de biopelículas a 74,8 log10 (156,50 ± 22,34 log10 UFC/ml) (P ≤ 0,001). En consecuencia, un único tratamiento de 10 minutos diarios durante 21 días con caramelos de gelatina dio como resultado una disminución del 68 % en la formación de colonias de S. mutans, lo que redujo el desarrollo de biopelículas.

Un gráfico de barras que representa los recuentos de colonias de S. mutans y A. viscosus durante 21 días en el grupo de control de biopelículas sin tratamiento (G1) y después de la exposición al grupo de solución salina estéril (G2) y al grupo experimental de caramelos probióticos-GSE Jelly (G3). El valor medio más alto de reducción en el recuento de colonias de S. mutans se encontró en el grupo experimental (156,50 ± 22,34-log10 UFC/ml) (P ≤ 0,001), mientras que no se encontró diferencia estadísticamente significativa entre el grupo Control (G1) y solución salina estéril. grupo (G2) en el valor medio de los recuentos bacterianos de A. viscosus y S. mutans, donde (P = 0,957) y (P = 0,318) respectivamente.

La imagen SEM de los discos de esmalte después de 21 días sin tratamiento muestra (Fig. 3A) el crecimiento de Streptococcus mutans (S. mutans) y Actinomyces viscosus (A. viscosus), mientras que (Fig. 3B) la imagen SEM obtenida después de 21 días de exposición La solución salina estéril muestra que S. mutans podría parecer más dominante hasta cierto punto que Actino. viscoso. Las imágenes SEM sugieren cristales recién formados en la superficie del esmalte después de usar caramelos de gelatina a base de nanoemulsión probiótica-GSE (Fig. 3C) y atrapar S. mutans que se mostraron en caramelos de gelatina (Fig. 3D), así como también se visualizaron claramente (Fig. .3E,F) con aumentos (4000 ×), (16 000 ×) respectivamente. Las imágenes TEM muestran una estructura morfológica significativamente alterada de S. mutans (Fig. 4F) en comparación con el grupo de control (Fig. 4D) y solución salina estéril (Fig. 4E). En el caso de A. Viscous, apareció un cambio menor en el exterior de las células (Fig. 4C) después de 21 días de exposición al caramelo de gelatina, con cambios raramente visibles en la superficie celular (Fig. 4A, B) del control y del estéril. grupos salinos, respectivamente.

Imágenes SEM de discos de esmalte que muestran: (A) 21 días de crecimiento de S. mutans (flecha azul) y A. viscosus (flecha roja) sin tratamiento. (B) el crecimiento de biopelículas (círculo amarillo) apareció después de 21 días de exposición a solución salina estéril durante 10 minutos dos veces al día. (C) Imagen SEM de los cristales (flecha gris) formados en la superficie del esmalte después de usar Jelly Candy a base de nanoemulsión probiótica-GSE y (D) se muestra la cobertura de células bacterianas con Jelly Candy (círculo naranja). En (E,F), se mostró después de una micrografía ampliada de (D) (círculo naranja) con un aumento (× 4000) (E) la presencia de una colonia de bacterias similares a cocos (círculo blanco). Ampliación de (D) (círculo naranja) a (× 16 000) (F), se vio claramente la cobertura de S. mutans (flechas de color naranja oscuro) por Jelly Candy con la unión de bacterias similares a bacilos (L. rhamnosus) (flechas verdes ) en su superficie.

Las imágenes TEM muestran una modificación significativa en las células de Streptococcus mutans (F) (flechas rojas) con un cambio menor en Actinomyces viscosus fuera de las células que apareció (C) (flecha azul) después de 21 días de exposición a caramelos Jelly basados ​​en nanoemulsión probiótica-GSE. En el caso de que la biopelícula crezca sin tratamiento (A,D) y después de la exposición a solución salina estéril (B,E), en raras ocasiones, los cambios en las superficies de las células son visibles.

En el análisis de remineralización, la Fig. 5 proporciona los datos de los valores de VHN para las mismas muestras al inicio, antes de la desmineralización y después de una exposición de 7 y 15 días a caramelos de gelatina a base de nanoemulsión probiótica-GSE. VHN fue significativamente diferente entre las etapas y los tiempos de tratamiento (P <0,0001). Los valores de VHN disminuyeron considerablemente después de la desmineralización, como se muestra en el gráfico de líneas de la Fig. 5, con un aumento gradual estadísticamente significativo en los valores de VHN en los días 7 y 15 de remineralización. Los hallazgos de AFM en la Fig. 6 han revelado que la estructura topográfica escaneada por la sonda AFM podría estar relacionada con los cambios dinámicos de la superficie del esmalte de la misma muestra. Los resultados obtenidos en (Fig. 6B) indicaron que la intensidad retrodispersada en la superficie del diente se hizo más fuerte después de la desmineralización y disminuyó gradualmente después de 14 días de tratamiento de remineralización con caramelos de gelatina a base de nanoemulsión probiótica-GSE, como se muestra en (Fig. 6C). . Para validar los resultados de AFM presentados en (Fig. 6A-C), se examinaron mediante SEM las diferencias entre los dientes sanos, desmineralizados y remineralizados. La Figura 6A1, C1 muestra las imágenes SEM de las superficies de esmalte sanas y remineralizadas obtenidas con aumentos de 2000 × y 3000 ×, respectivamente.

El gráfico de líneas proporciona los datos del valor medio de la dureza Vickers medida para los discos de esmalte sano al inicio del estudio, después de la desmineralización y después de 7 y 14 días de tratamiento de remineralización con Jelly Candy a base de nanoemulsión probiótica-GSE. VHN fue significativamente diferente entre las etapas y los tiempos de tratamiento (P <0,0001). Durante el período de tratamiento del día 7 al 14, hubo un aumento estadísticamente significativo en el valor medio de VHN en P <0,01.

(A – C) perfiles de línea de AFM para los discos de esmalte de superficie que representan imágenes SEM de (A1, B1, C1) que muestran respectivamente la capacidad de AFM para evaluar la topografía de la superficie Imágenes SEM correspondientes de la misma muestra. Datos obtenidos antes del inicio del experimento (A,A1), en la etapa de desmineralización (B,B1) que muestran las estructuras hexagonales indicadas por las flechas amarillas relacionadas con la exposición de las varillas del esmalte, y después de 14 días de tratamiento de desmineralización con probiótico-GSE Jelly caramelo (C,C1).

En la Fig. 6B1, muestre las imágenes SEM del diente desmineralizado obtenidas con aumentos de 3000 ×. En contraste con los resultados presentados en (Fig. 6A1, C1), la superficie del esmalte después del grabado contiene las estructuras hexagonales indicadas por las flechas amarillas en la Fig. 6B1, que podrían estar relacionadas con la exposición de las varillas del esmalte. Las observaciones de los compuestos inorgánicos en la superficie del esmalte realizadas mediante EDX en forma de gráficos se muestran en (Fig. 7A – C) y las entradas correspondientes en la Tabla 1A – C para el % en peso de estos compuestos (Ca, P, C, O y Mg) en muestras de esmalte superficial en tres etapas (sonido, después de la desmineralización y después de 14 días de tratamiento de remineralización con caramelo de gelatina a base de nanoemulsión probiótica-GSE). El % en peso de la superficie de Ca, P, C, O y Mg se vio afectado significativamente por el tiempo de desmineralización y el tratamiento, como se muestra en (Fig. 7B y Tabla 1B) y también demuestra una caída detectable en el % en peso de ambos Ca (15,36 % en peso). ), y P (11,12 % en peso) después de la etapa de desmineralización en comparación con la etapa sana Ca (23,38 % en peso), y P (15,38 % en peso). El % en peso de la superficie de Ca se vio significativamente afectado por el tratamiento, ya que las muestras recibieron un alto % en peso de calcio en la superficie (29,75 % en peso) independientemente de la etapa de desmineralización, como se muestra en (Fig. 7C y Tabla 1C).

Se compararon los espectros de rayos X de dispersión de energía recogidos en el esmalte sano, desmineralizado y después de la lesión remineralizada. Los espectros de rayos X se recogieron con un voltaje de aceleración de 15 kV.

EDX detectó señales de carbono más fuertes en la etapa de desmineralización (12,41 % en peso) en contraste con la etapa de sonido (C, 3,83 % en peso), y gradualmente el % en peso de carbono disminuyó en la capa mineralizada formada en la superficie del esmalte después del tratamiento (C, 9,29 % en peso). ). Además, las cantidades de compuestos inorgánicos, oxígeno y contenido de magnesio en la superficie del esmalte aumentaron obviamente (O, 59,33% en peso y Mg, 1,77% en peso) después de la desmineralización y disminuyeron notablemente después del tratamiento (O, 44,97% en peso y Mg, 0,57% en peso). %). Las profundidades de la lesión cariosa inducida se evaluaron bajo CLSM Fig. 8 midiendo desde la superficie del esmalte hasta la zona más profunda de la lesión, y se tomó un promedio de diez mediciones de cada imagen que se capturó tanto en las zonas desmineralizadas como remineralizadas del ( 3 × 3 mm) ventana de cada muestra. La imagen capturada muestra el gráfico de la intensidad de la fluorescencia que se muestra en (Fig. 8b), mientras que la imagen muestra las mediciones de longitud (Fig. 8a). En la comparación entre dientes desmineralizados y remineralizados, fue evidente una remineralización significativa, con una reducción en la profundidad de la lesión, para la mitad superior de la zona remineralizada de la muestra de ventana después de siete días de tratamiento con gelatina a base de nanoemulsión probiótica-GSE. Además, el grado de penetración del tinte Rodamina B 0,01 mM se observó como fluorescencia en las muestras bajo calibración con láser de argón y se registró con el software incorporado [Leica TCS SL, Alemania]. Los hallazgos muestran que cuando se utilizó una solución 0,1 mM de colorante rodamina B, el área de la lesión se correlacionó bien con la pérdida de minerales. Sin embargo, la fluorescencia promedio de la lesión representó mejor la pérdida de minerales, como se muestra en (Fig. 8a) y el valor más alto de profundidad de la lesión después de la desmineralización fue de 34.06 ± 7.81 μm con un aumento en la intensidad de la fluorescencia como se observa en (Fig. 8b). Por el contrario, el valor más alto de remineralización en la profundidad de la lesión fue de 28,76 ± 3,46 μm, correspondiente a una disminución en la intensidad de la fluorescencia. Por lo tanto, los valores fueron significativos [P <0,001] y los valores de remineralización fueron más bajos que las desmineralizaciones que se obtuvieron bajo CLSM (Fig. 8).

(a) Representa la profundidad lineal de la lesión en μm vista a través de un microscopio de escaneo láser confocal y (b) muestra una imagen calibrada para gráficos de la intensidad de la fluorescencia a lo largo de áreas desmineralizadas y remineralizadas.

La caries dental surge de una alteración en la biomineralización del esmalte dental. La desmineralización se produce cuando el pH de la biopelícula oral cae por debajo de 5,5 por un ataque ácido a través del ácido dietético consumido en alimentos o bebidas y por un ataque microbiano de cepas bacterianas específicas presentes en las biopelículas orales en la superficie del esmalte del diente37. La mayoría de los azúcares sintéticos no se fermentan o se fermentan ligeramente a través de bacterias orales, por lo que ya no reducen el pH38. Además, la goma de mascar produce una mejor remineralización del esmalte al aumentar los niveles de calcio y fosfato en la cavidad bucal a través del mayor volumen de saliva estimulada durante la masticación, con la capacidad concomitante de eliminar carbohidratos y ácidos fermentables en las superficies de los dientes39,40.

Una relación simbiótica y una composición diversa del microbioma bucal son las claves principales para la salud bucal, aunque no siempre se conoce la composición exacta de lo que tentativamente se denomina “el microbioma bucal en salud”. La eliminación de patógenos específicos podría atribuirse a la disbiosis del microbioma oral a través de un cambio en la composición del microbioma hacia una ruta menos diversa, y esta dinámica presenta oportunidades para las enfermedades bucales59. En nuestros ensayos microbiológicos, el caramelo de gelatina a base de nanoemulsión de extracto de semilla de uva probiótico (GSE) podría combatir mejor una biopelícula cariogénica ya formada después de 21 días, lo que resulta en una disminución del recuento bacteriano de A. viscosus con una disminución significativa del 68 % en S. mutans formación de colonias que reducen el desarrollo de biopelículas. Por lo tanto, nuestro estudio respalda la conclusión de que la disminución gradual de patógenos bacterianos específicos de la cavidad bucal a través de la goma de mascar es más ventajosa para cambios ecológicos sorprendentes que podrían alternar la relación entre el microbioma bucal y el huésped, lo que fomenta la homeostasis y, por lo tanto, contribuye a la el microbioma bucal en salud41.

El uso de bacterias probióticas ácido lácticas (BAL), específicamente Lactobacilli, como barrera natural contra patógenos podría ser muy eficiente debido a su producción de metabolitos antimicrobianos42. Sin embargo, es importante ofrecer este tipo de producto antimicrobiano en una forma natural, cercana a la alimentaria, que es la más adecuada para los consumidores. Según la OMS (Organización Mundial de la Salud, 2014)43, la resistencia antibacteriana a patógenos bacterianos se está convirtiendo en un importante problema de salud pública. En este sentido, nuestro estudio representó combinaciones de compuestos antimicrobianos (nanoemulsión de probióticos y extracto de semilla de uva (GSE)) en caramelos de gelatina que podrían mejorar la eficacia del producto antimicrobiano y permitir una reducción en la dosis de cada compuesto. De manera similar, la sinergia en los antimicrobianos podría aplicarse para ayudar a retrasar la aparición de resistencia de cepas bacterianas patógenas específicas in vivo44.

Una superficie lisa y homogénea de caramelo de gelatina bajo microscopía electrónica de transmisión (TEM), como se revela en la (Fig. 1). La adición de ácido oleico a los componentes interiores de la fórmula desarrollada del caramelo de gelatina podría provocar un cambio en su superficie morfológica. Además, se sugiere que la disponibilidad de ciertos ácidos grasos en una fórmula desarrollada es un factor que contribuye al mantenimiento de la morfología de la pared celular bacteriana probiótica dentro de la gelatina y a la protección en contradicción de las condiciones ácidas en la cavidad bucal45.

Los aspectos morfológicos de la colonización microbiana en las superficies de los dientes naturales se han investigado utilizando análisis de microscopía electrónica de barrido (SEM) y microscopía electrónica de transmisión (TEM). En el presente estudio, el recubrimiento de S. mutans se visualizó claramente en un caramelo de gelatina a base de nanoemulsión probiótica-GSE bajo SEM. Anteriormente, las observaciones mostraron que la goma de mascar participa en la renovación de la salud bucal y expulsa las bacterias bucales sueltas de las superficies bucales21,39. Por tanto, nuestro chicle experimental puede inhibir las bacterias patógenas y eliminarlas de la cavidad bucal. Las micrografías TEM presentadas en el estudio actual respaldan la conclusión de que una estructura morfológica significativamente alterada de S. mutans, con un cambio menor en el exterior de las células, apareció en A. viscosus después de 21 días de exposición a caramelos de gelatina. Sin embargo, antes de la evaluación TEM, las muestras deben pasar por grandes pasos de procesamiento, y la desnaturalización de las proteínas durante la fijación y deshidratación de las muestras puede causar un efecto de condensación, por lo que el cambio de la apariencia morfológica ultraestructural de la superficie bacteriana no se verá afectado por estos posibles artefactos23. En el presente estudio para respaldar la conclusión microbiológica, la actividad antimicrobiana del extracto de semilla de uva (GSE) se atribuyó a la disponibilidad de fenoles observados en la nanoemulsión46,47,48. De acuerdo con los resultados anteriores, los principales compuestos polifenólicos activos han sido la catequina, el ácido clorogénico y el galato de metilo, que tienen acción antimicrobiana. Además, nuestros resultados coincidieron con el estudio anterior y mostraron que los probióticos pueden antagonizar fuertemente las especies cariogénicas, como S. mutans49. Además, se investigaron los ácidos producidos por los lactobacilos probióticos que tienen un efecto inmediato sobre el crecimiento de S. mutans21,50.

Las imágenes SEM existentes mostraban cristales recién formados en la superficie del esmalte después de usar caramelos de gelatina a base de nanoemulsión de extracto de semilla de uva probiótico (GSE). Xie et al. sugirieron que el GSE debería contribuir a la deposición de minerales en la capa superficial de la lesión51. Trabajos anteriores informaron que una gran concentración de calcio en las semillas de uva (55,74%) se obtuvo con una menor concentración de fósforo (15,34%)11. En consecuencia, estos cristales recién formados podrían ser fosfato cálcico que existe en una fase cristalina soluble llamada brushita, que contribuye a mejorar la remineralización de las lesiones del subsuelo del esmalte52,53.

El estudio actual mostró una fuerte correlación entre la dureza de la superficie del esmalte y su contenido químico. Las regiones con una mayor concentración de calcio y fósforo mostraron los valores más altos de dureza Vickers (VHN) después del tratamiento con caramelos de gelatina a base de nanoemulsión probiótica-GSE. Sin embargo, las regiones con mayores concentraciones de sodio y magnesio mostraron una tendencia alternativa después de la etapa de desmineralización. Los resultados actuales han sido demostrados por varios otros54,55, quienes informaron que los valores más bajos de microdureza se asociaron con una disminución simultánea en los contenidos de calcio y fósforo. Sin embargo, los resultados obtenidos de EDX mostraron una caída detectable en el % en peso tanto de Ca como de P después de la desmineralización que podría afectar la ultraestructura del esmalte al aumentar los espacios interprismáticos y convertir los cristalitos individuales mediante su disolución56. Además, la remineralización de cristalitos desmineralizados utilizando gelatina no es uniforme, con deposición de iones en los defectos centrales y en la periferia del cristal, lo que aumenta aún más la irregularidad de los cristalitos56,57. Esto crea regiones de porosidad variable con tamaños y distribuciones espaciales no uniformes.

Además, los resultados obtenidos con AFM podrían estar relacionados con los cambios dinámicos de la superficie del esmalte a medida que la intensidad retrodispersada en la superficie del diente se hizo más fuerte después de la desmineralización y disminuyó gradualmente después de un tratamiento de remineralización de 14 días con caramelos de gelatina. Anteriormente se demostró que el ácido causado por la desmineralización inducía la aparición de varillas de esmalte en la superficie del esmalte grabada58. Sin embargo, nuestro estudio demostró una mejora en la intensidad retrodispersada en la superficie del esmalte que probablemente esté asociada con la presencia de estas varillas. Por tanto, estos efectos concuerdan con los datos obtenidos en un estudio previo.

El estudio actual validó los resultados de AFM a través de SEM. Los resultados de las imágenes SEM presentaron la superficie del esmalte después del grabado, que contiene estructuras hexagonales que podrían estar relacionadas con la exposición de las varillas del esmalte. Anteriormente, el trabajo apoyó la idea de que estas estructuras representan varillas o prismas de esmalte, que incluyen cristales hexagonales de hidroxiapatita58,59. Por lo tanto, las imágenes SEM revelaron que la desmineralización del diente provocó la disolución de la hidroxiapatita de calcio superficial, que expuso las varillas del esmalte y mejoró la intensidad retrodispersada desde la superficie del diente.

Las profundidades de la lesión de caries inducida se investigaron bajo CLSM midiendo desde la superficie del esmalte hasta la zona más profunda de la lesión. Los hallazgos muestran que el valor más alto de remineralización en la profundidad de la lesión fue de 28,76 ± 3,46 μm, correspondiente a una disminución en la intensidad de la fluorescencia. Cuando se utilizó una solución 0,1 mM de colorante rodamina B, el área de la lesión se correlacionó bien con la pérdida mineral60,61. Como se mencionó anteriormente en el presente estudio, el calcio y el fósforo en las semillas de uva podrían existir en una fase cristalina soluble llamada brushita y mejorar la remineralización de las lesiones subsuperficiales del esmalte52,53. Sin embargo, la fluorescencia promedio de las lesiones que mejor representa la pérdida de minerales se basa en su especulación de que la rodamina B penetra los huecos y poros creados durante la desmineralización del diente, que es un método de evaluación favorito sobre la birrefringencia a través de CLSM25.

En el mercado se encuentran disponibles una variedad de agentes anticariogénicos y remineralizantes recientes. Por tanto, es vital comprender las ventajas y eficacia de estos productos antes de recomendar su uso en la práctica clínica. Las ventajas de nuestro estudio son la inclusión de caramelos de gelatina a base de nanoemulsión de probióticos-GSE sobre la suspensión de probióticos, incluida la facilidad de aplicarlo como agente tópico, la posibilidad de almacenamiento y la exposición prolongada de células microbianas dentro de la cavidad bucal. La importancia clínica del caramelo de gelatina probiótico suplementado con extracto de semilla de uva (GSE) en nanoemulsión, su importancia puede continuar emergiendo como lo hizo en el pasado la importancia del fluoruro para el potencial de remineralización y la reducción significativa de la caries. Por lo tanto, la aplicación práctica de la fórmula desarrollada, Probiotic-GSE Jelly Candy, tiene un valor terapéutico potencial y puede tener una alta rentabilidad en el uso rutinario. Sin embargo, los resultados obtenidos en este estudio pueden servir como guía para futuras investigaciones clínicas.

En resumen, dentro de las limitaciones de este estudio experimental, la nanoemulsión de extracto de semilla de uva y la cepa probiótica Lacticaseibacillus rhamnosus (NRRL B-442) impregnada en caramelos de gelatina fueron capaces de ser anticariogénicas y remineralizantes, lo que sugiere un posible uso en la prevención de las caries dentales. y reducción. Además, se recomienda un estudio clínico a largo plazo para determinar su eficacia.

Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.

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Este trabajo fue apoyado por el Centro Nacional de Investigación (NRC), Egipto. Proyecto nº: 12060205.

Financiamiento de acceso abierto proporcionado por la Autoridad de Financiamiento de Ciencia, Tecnología e Innovación (STDF) en cooperación con el Banco Egipcio de Conocimiento (EKB). Este trabajo fue apoyado por el Centro Nacional de Investigación (NRC), Egipto. Proyecto nº: 12060205.

Departamento de Materiales Dentales y de Restauración, Institutos de Investigación Bucal y Dental, Centro Nacional de Investigación, 33 El Bohouth St., Dokki, Giza, 12622, Egipto

Hanaa M. Elgamily

Departamento de Lácteos, Instituto de Investigación sobre Industrias Alimentarias y Nutrición, Centro Nacional de Investigación, 33 El Bohouth St., Dokki, Giza, 12622, Egipto

Samah M. El-Sayed y Hoda S. El-Sayed

Departamento de Materiales de Embalaje, Centro Nacional de Investigación, 33 El Bohouth St., Dokki, Giza, 12622, Egipto

Ahmed Youssef

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HME, SME, HSE y AMY conceptualizaron el estudio. HME planificó los experimentos. HSE y AMY realizaron los experimentos y analizaron los datos. HME, SME, HSE y AMY escribieron el manuscrito. Todos los autores leyeron el manuscrito final y aceptaron ser responsables de todos los aspectos del trabajo.

Correspondencia a Hanaa M. Elgamily.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Elgamily, HM, El-Sayed, SM, El-Sayed, HS et al. Evaluación de laboratorio de la eficacia antiplaca y remineralizante de caramelos de gelatina probióticos sin azúcar suplementados con un aditivo nanoprebiótico natural. Informe científico 13, 10977 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-37645-5

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Recibido: 31 de diciembre de 2022

Aceptado: 25 de junio de 2023

Publicado: 06 de julio de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-37645-5

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